学文网摘要： 锰是植物体内重要生命元素之一，在植物的生长发育过程中发挥着重要作用。它对植物的光合放氧、维持细胞器的正常结构、活化酶活性等方面具有不可替代的作用。但是，过量的锰亦会对植物造成毒害。它可抑制FeD2+和MgD2+等元素的吸收及活性，并可破坏叶绿体结构导致叶绿素合成下降及光合速率降低。作者详细阐述了锰在植物体内的生理功能及植物的多种解毒或耐性机制。并对锰与植物关系方面的研究做出了进一步展望。
关键词： 锰;毒害；生理功能
中***分类号： S 143.7文献标识码： A
文章编号： 1009-5500(2011)03-0005-10
锰是植物维持正常生命活动所必需的微量元素之一。在农业中应用锰肥已有70多年的历史，对农业生产起到了巨大作用。尽管植物对锰的需求量很小，但其对植物的光合放氧、维持细胞器的正常结构、活化酶活性等方面具有不可替代的作用。土壤是植物所需养分元素的主要给源,土壤中对植物有效的锰可以分为3类，即水溶性锰、交换态锰和易还原态锰，前2类锰均以MnD2+形式存在，而后者是高价锰氧化物中易被还原成植物有效MnD2+的部分。Marschner[1]报道，植物最佳生长发育要求体内锰含量至少应为30 mg/kg DW。锰供给不足时，作物生长不良，产量降低。锰肥的效果与土壤类型和土壤条件有密切关系,我国缺锰土壤面积很大，但关于锰的研究和锰肥的应用进行的并不多。由于锰直接参加光合作用，因此，对锰肥有良好反应的作物很多，几乎包括了各种农作物、果树、蔬菜等，这一巨大生产潜力有待进一步发挥。近年来，由于锰矿的开采和大量尾矿渣的排放，导致土壤中可溶性的锰含量过高。如张慧智等[2]报道,湖南省湘潭锰矿区土壤中锰含量约为湖南省平均值(459 mg/kg)的330倍。土壤中过量的锰降低植物生产力、影响产量和品质。同时，还能够通过食物链影响人类身体健康。笔者就植物体内锰的生理功能及植物锰中毒方面的研究进行了综述。
1 锰在植物体内的生理功能
1.1 锰在光和作用中的功能
锰参与植物光合作用是锰在植物体内最重要的生理功能。锰不但是叶绿体结构的必要组成成分，而且还直接参与光合作用中的光合放氧过程。其主要在光合系统Ⅱ的水氧化放氧系统中参与水的分解。有报道指出，每个PSⅡ反应中心结合4个锰，因此，推测每个放氧复合物也结合4个锰[3]。锰直接作用于水裂解积累4个氧化当量的过程。锰原子结合在D1、D2蛋白上，PSⅡ中的这4个锰原子(锰簇)的结构是由2个MnD2OD2单元通过1个OD2及2个COO- 桥连接成1个“C”形构成。2个MnD2OD2单元呈2个二聚体形式，每个二聚体由2个锰原子结合成双核锰二聚体。每个二聚体单位中的Mn-Mn距离为0.27～0.28 nm，2个羧基跨桥连接的2个二聚体之间的Mn-Mn距离为0.33～0.34 nm，“C”形开口端的2个Mn-Mn之间的距离约为0.55 nm。2个二聚体内的4个锰原子呈现不同的氧化还原性质，只有1个二聚体参与氧化途径，使水分子变成氧，其余部分仅作为结构因子。锰原子在光合放氧系统(S0、S1、S2、S3、S4这5种氧化还原状态)的转变过程中要经历动态的变化，包括氧化态的变化，但锰的氧化是阶段性的，S0-S1，S1-S2阶段锰被氧化，但S2-S3中锰没有变化。据研究报道，这一阶段中的正电荷可能被与锰结合的组氨酸所接收。该系统的氧化还原电位高达1 500 mv，因此，即便含锰蛋白的氧化还原电位低于纯锰离子，也足以使水氧化，这正是锰能胜任光合作用中这个角色的原因[4]。锰的配体有3种：α型是结合HD2O、OH-等底物分子，β型是结合锰簇所处微环境中蛋白质基质的氨基酸残基，γ型结合氯化物等其他配体[5-8]。
锰离子以不同的亲和程度结合在PSⅡ颗粒上，锰与PSⅡ的结合具有异质性或是某些锰原子存在较高的氧化状态。用高浓度Tris处理可释放2个锰原子，用NHD2OH处理可释放3个锰原子[9]。用加热或Tris溶液洗涤就可除去锰而抑制放氧，锰重组后，可部分恢复放氧活性[3]。
1.2锰在多种酶活化中的功能
锰参与植物体许多酶系统的活动，但与其他微量元素（如锌、钼、铁、铜等）不同，锰主要是酶的活化剂而不是酶的成分。统计显示，锰是36种酶的活化剂，3种酶的成分[10]。
锰参与的一系列酶促反映，主要包括磷酸化作用、脱羧基作用、还原反应和水解反应等，如糖酵解过程中的己糖酸激酶、烯醇化酶、羧化酶、三羧酸循环中的异柠檬酸脱氢酶、α-酮戊二酸脱氢酶和柠檬酸合成酶(缩合酶)等都可以由MnD2+活化，所以锰离子和植物呼吸作用、氨基酸和木质素的合成有密切的关系[11，12]。锰也影响吲哚乙酸(IAA)的代谢[13]，锰是吲哚乙酸合成作用的辅因子，植物体内锰的变化将直接影响IAA氧化酶的活性，缺锰将导致IAA氧化酶活性提高，加快分解。锰对豆科植物形成根瘤也有一定的影响，主要是通过影响吲哚乙酸的形成来影响根瘤形成。锰对酶的活化作用通常可以被Mg离子或其他二价金属离子代替，很少具有特异性，只有少数酶的活化对Mn离子是高度专一的[14]。
1.3 锰在氧化还原作用中的功能
植物体内锰是一个重要的氧化还原剂，可参与植物体内许多氧化还原体系的活动。在叶绿体中，锰可被光激活的叶绿素氧化，使植物细胞内的氧化还原电位提高。如抗坏血酸和谷胱甘肽存在植物体内多呈还原型，供锰不足时，则转变为氧化型。若植物体内锰过量，光氧化产生较多的Mn3+，会使细胞成分过度氧化，最终出现缺绿症状。很多植物中存在有含锰的超氧化物歧化酶(Mn-SOD)，可催化超氧化物的自由基转变为过氧化氢和氧气，从而保护膜脂，防止膜脂过氧化，这对保护植物细胞膜的完整性具有重要的功能[14]。
2 锰的毒害作用
过量的MnD2+可抑制FeD2+和MgD2+等元素的吸收及活性，并可破坏叶绿体结构导致叶绿素合成下降及光合速率降低。铁和镁是叶绿素的重要组成成分，在叶绿素的合成及光合电子传递过程中发挥着重要作用。同时，由于MnD2+半径介于CaD2+与MgD2+之间并且与 FeD2+相近，因此，在植物根部可能与MgD2+、CaD2+和FeD2+具有相同的结合位点。有结果表明MnD2+的结合能力较强，过量的锰能够抑制一些必需元素（镁、钙、铁等）的吸收。最终导致叶绿素的合成减少，光合作用效率下降[15]。曾琦等[16]研究表明，随着营养液中MnD2+浓度(0.5～30 mg/L)的不断增加，白菜根、茎和叶中的锰含量显著升高，而茎和上部叶片中的钙和铁含量及茎、叶的生物量显著降低，从而证实过量的锰可以抑制钙和铁的吸收，影响植物正常生长。Doncheva等[17]研究认为，随着MnSO4处理浓度(50～500 pmol/L)的提高，玉米耐锰品种Kneja434与锰敏感品种Kneja605幼苗叶片的叶绿素a和b含量均下降，锰敏感品种的总类胡萝素含量随着MnD2+浓度的升高而明显增加。而耐锰品种中总类胡萝卜素含量则随着MnD2+浓度的升高而减少。Ferroni等用10 mmol/L MnSO4(pH 3.3)处理眼虫藻(Euglena gracilis)24～72 h,发现其细胞中的叶绿素b含量显著增加，叶绿素a/b的摩尔比率明显降低：透射电子显微镜观察结果显示，80%～90%的叶绿体在进行***，但形状变成折叠的丝带状。同时，在叶绿体基质中没有成型的类囊体结构，而只有一些疏松的无规则的类囊体膜，这表明过量锰能够导致叶绿体的正常结构被破坏及叶绿素合成减少[18]。过量的锰还能够引起氧化胁迫。并导致C、N同化相关的酶和蛋白质含量降低。MnD2+在叶绿体中可被光激活的叶绿素氧化为Mn3+，氧化还原电位提高，致使O2-、HD2OD2等活性氧(ROS)自由基大量累积，叶绿素进一步受到破坏，叶绿体功能不能够正常发挥。同时，活性氧可启动膜脂过氧化作用，导致膜脂过氧化产生丙二醛(MDA)，MDA具有很强的交联性能。它的大量累积，可以使蛋白质和核酸等生物大分子发生交联，进而使蛋白质分子和酶功能丧失，膜结构被破坏。烟草幼苗用1 mmol/L的MnD2+处理9 d时叶中MnD2+浓度从70 mg/g DW增加到5 000 mg/g DW。同时光合作用降低60%，多酚氧化酶活性随着叶片中锰累积浓度的增加而增强。这表明光合作用降低和多酚氧化酶活性的增强是幼苗锰过量累积的标志。锰处理烟草幼苗3～4 d叶片开始出现锰毒症状，其光合作用速率的降低先于锰毒症状的出现。进一步研究表明，烟草叶片细胞间的COD2浓度、叶绿素和蛋白质含量在锰毒害症状出现之前均未发生变化，在锰毒害症状出现之后才显著降低，所以，锰毒发生早期光合作用速率的降低现象可能是由于锰毒导致体内核酮糖二磷酸羧化酶(Rubisco)的羧化活性降低所致[19]。张玉秀等[20]研究表明，用1 mmol/L的MnClD2分别处理商陆(Phytolacca acinosa)和烟草(Nicotiana tabacum)4 d。与对照相比，MDA的含量分别增加了17.4%和347.3%。光合速率分别下降了13.3%和75.5%，烟草的相对电导率显著升高(120.1%)，而商陆没有明显变化，表明锰对烟草造成了严重的氧化损伤，而对锰累积植物商陆的损伤则相对较小。
3 植物耐锰的生理机制
尽管高浓度锰引起的毒害能够抑制植物的生长和发育，但一些锰耐性植物却能够在高浓度的Mn污染土壤中生存，完成生命周期，并且在地上部累积高浓度的锰，这说明植物在长期的进化过程中产生了抵抗锰毒害的防卫机制。重金属离子在重金属累积植物中的累积过程可能包括4步。(1)土壤中的重金属离子跨膜运输进入根细胞；(2)降低根细胞液泡中金属贮存量；(3)增强金属离子由木质部薄壁细胞向木质部的上载,运输到地上部的枝和叶；(4)木质部中金属离子跨膜运输至叶片,贮存在液泡和细胞壁中。根是锰的吸收器官，快速地吸收和向茎中高速率的输出是茎和叶累积锰的前提，而根细胞高效的解毒机制是其发育及吸收、运输的基础；茎的木质部是锰由根向叶片长距离运输的主要通道，韧皮部也部分参与了金属离子的运输和解毒作用；叶是锰的累积部位，涉及复杂的金属解毒和累积。所以，在重金属累积植物中，根、茎和叶不同器官的耐性机制不尽相同，只有根、茎和叶的协同作用才能够形成植物的重金属超累积特性。目前，研究认为植物的锰耐性和累积机制包括区域化作用、有机酸的螯合、限制吸收和外排作用、抗氧化作用以及离子的交互作用等。
3.1 区域化作用
植物组织耐锰能力的差异可能与锰在组织中的分布和化学形态有密切关系。Horst[21]发现，豇豆品种Tvu1987之所以有较高的耐锰能力，是因为其叶片中锰的分布占十分之一。相反，对锰敏感的品种Tvu9l，锰在叶片中呈局部累积状态，因此，形成了坏死斑点。此外，Tvu1987叶片中可用甲醇浸提的锰含量较多而另一品种则较少，这表明2个品种的叶片中锰的形态完全不同。一般认为，植物的耐锰能力与锰在组织细胞中的分室作用有关，因为经过分室作用锰就会在细胞中被钝化。锰在组织中的均匀分布可能是由于锰在液泡中累积所致。应用核磁共振技术研究表明，锰在液泡中可以迅速累积，这一特性恰恰解释了正在扩展的新生组织有较高耐锰能力的原因。Memon等[22]提出，苹果酸可能作为一个束缚锰的载体穿梭于细胞质和液泡之间，到达液泡后草酸就从苹果酸上把锰接受下来，使锰累积在液泡中。研究表明，植物忍耐锰毒的首要因素是植物组织的耐锰能力，其次才是植物对锰的吸收分配。植物组织耐锰能力的差异已在莴苣、小麦和棉花等不同基因型之间进行了大量研究。
徐向华等[23]利用同步辐射X-射线荧光光谱(SRXRF)微探针分析了锰在商陆根、茎和叶中的分布。结果表明，用2 mmol/L的MnClD2处理商陆28 d，锰在根、茎和叶的维管组织中含量最高，同一叶片中，叶边缘的锰含量约为叶中脉含量的3倍，叶片的横切面分析显示，表皮层细胞的锰含量明显高于叶肉细胞，并且在表皮层细胞中上表皮层的锰含量高于下表皮层。在叶肉细胞中栅栏组织中的锰含量高于海绵组织，说明商陆的叶片是其锰累积的主要器官，而叶片的边缘和表皮层是其锰累积和解毒的主要部位。同时，根、茎和叶的维管组织中存在高浓度的锰，这样有利于其长距离运输和向叶片不同组织中分配。
3.2 有机酸螯合作用
一些植物可以通过降低根际土壤中锰的有效性来减弱潜在的锰毒害。这些机理包括使2价锰氧化成4价锰；提高根际的pH值；或者分泌能配合锰的有机物质。例如，水稻可以在根部氧化锰，使水稻对土壤中过量锰的忍耐能力增强；有些耐锰毒的植物在其根际能分泌高浓度的草酸和丙二酸，从而减弱锰的毒害作用。因此，植物耐锰力差异的另一个主要原因是植物所产生的有机物不同而形成的。无论是有机酸、还是氨基酸，其在根际的含量远远大于土体。这两种物质都有配合金属离子的能力。此外，植物体内某些有机酸的累积也对植物耐锰力有重要意义。有人发现地衣中就有草酸锰的晶状沉淀，一些植物根分泌物的主要组分如苹果酸对锰有配合作用。
植物体内与锰解毒机制相关的有机酸主要有4种：柠檬酸、草酸、苹果酸和琥珀酸[24]。Mora等[25]研究发现,用10～150 umol/L的MnClD2(pH 4.8)处理黑麦草15 d，根系中的有机酸含量上升，其中，草酸和柠檬酸的分泌速率分别从1增至8 pmol/(g•h)及从1增至5 pmol/(g•h)。且分泌速率是苹果酸和琥珀酸的很多倍[25]。同时，耐锰品种(Kingston和Jumbo)根系中的草酸和柠檬酸水平显著高于锰敏感品种。柠檬酸和草酸与2价和3价的金属离子有很强的亲和力，容易形成较为稳定的螫合物，从而降低重金属的胁迫强度。因此，通过根系分泌大量的有机酸(尤其是草酸和柠檬酸)螯合MnD2+，可能是耐锰黑麦草(Sylvestre cereale)品种的耐性机制之一。有机酸在叶片锰的累积过程中也发挥着重要作用[26]。Bidwell[27]研究发现，耐锰植物(Austromyrtus bidwillii)叶片中含有大量的有机酸，如草酸、琥珀酸和苹果酸等。且有机酸的浓度是MnD2+浓度的3倍摩尔当量，这些足量的有机酸能够与植物体内游离的MnD2+结合，抑制并降低其毒性。徐向华等[28]报道了随着MnClD2(500～5000 μmol/L)浓度的增加，商陆叶片中水提取态的锰含量增加，HCl提取态的锰含量降低，表明水提取态锰是叶片中锰的主要存在形式。其次，HCl提取态锰与对照(9.1 μmol/L)相比，随着锰处理浓度(500～5000 μmol/L)的增加，水蓼根中水溶态锰的含量大幅度下降(29.8%～63.6%)，HCl提取态和NaCl提取态锰增加；茎中水溶态锰含量增加(34.55%～50.26%)；叶片中水溶态和HCl提取态锰含量分别由38.6%上升至44.2%及20.66%直至28.74%，表明根中水溶性锰有机酸盐形式不是主要的解毒方式，而茎中存在的水溶性有机酸盐形式更有利于锰的解毒和向上运输；在叶片中锰则主要以水溶性有机酸盐形式存在，其次是草酸盐形式，这样更有利于锰的解毒和累积。这些结果与锰主要累积在水蓼根细胞壁、茎和叶细胞质(液泡)中的结果一致，进一步说明锰累积植物的叶片主要通过形成可溶性锰有机酸盐累积在液泡中的方式解毒。另外，HCl提取的主要是草酸盐，水蓼叶片中草酸锰占总锰含量的20.66%～28.74%。商陆中草酸含量达500 pmol/L DW以上，为干重的9%～11%，而且，在不同浓度锰离子处理下草酸锰含量无明显变化。这说明高含量的草酸累积可能是商陆和水蓼本身共同具有的特性，同时也说明草酸是锰累积植物叶片解毒的主要有机酸。进一步化学提取和色谱分析研究表明，锰的草酸盐形式是商陆叶片中锰的主要形态，因此，锰与草酸螯合可能是锰超累积植物叶片锰累积和解毒的主要机制之一。
3.3 限制吸收与外排作用
植物可以将MnD2+氧化成非有效态，从而限制对过量MnD2+的吸收和转运。在渍水条件下，水稻(Oryza sativa)根际能够将MnD2+氧化成非有效性的4价锰化合物，限制根系对MnD2+吸收同时，根际的氧化作用可使淹水土壤中大量的FeD2+和MnD2+被氧化，其氧化物沉积在根表面和根质外体中，形成明显可见的红色铁和锰氧化物膜，且膜厚度随着铁和锰含量的增加而增加，从而进一步限制植物对FeD2+和MnD2+的过量吸收[29,30]。此外，根际微生物在土壤锰的氧化还原过程中也起着重要作用，其自身的生长依赖于MnD2+氧化反应释放的自由能。例如，用锰处理大豆(Glycine max)，接种菌根的大豆植株锰毒症状明显减轻，推测可能是由于过量的锰刺激了氧化菌的活性，抑制了还原菌的活性，从而限制了植物对锰的吸收，增强了锰耐性[31]。
锰在植物体内的累积量随着锰处理浓度的提高而增加。一旦其累积量达到上限，有些植物则能够通过外排作用将吸收到的锰排出体外，进而又降低锰毒害。Lytle等[32]通过X射线吸收光谱(XAS)分析，发现锰在篦齿眼子菜(Potamogeton pectinatus)中首先以MnD2+的形式贮存在叶片组织中，当植株无法累积更多锰时，MnD2+则被氧化成Mn3+，并通过衰老机制排出体外。利用放射性同位素示踪技术研究白羽扇豆(Lupinus albus)对镍、锌和锰3种元素的吸收及转运特性，结果表明，63Ni，65Zn和54Mn均先通过木质部运输到地上部，其中63Ni和65Zn可以再通过韧皮部从老叶运输到幼叶中，而54Mn则只能够在老叶中累积，即不具有移动性。此外，放射性同位素检测还发现，在白羽扇豆根际土壤(围绕根系1～2 mm区域)中含有较高浓度的Mn54，表明白羽扇豆根系能够通过某种外排机制将锰排出体外。用1 mmol/L MnSO4溶液处理角菱(Trapa arcuata)10 d，其地上部锰浓度达到21 603 μg/g DW时不再增加，营养液中仍然保持了较高的MnD2浓度水平(仅下降35%)，但溶液底泥中的MnD2+浓度出现逐渐升高现象，这表明角菱并不是将所有吸收的锰都累积在体内，而是部分外排体外。X-射线微量分析、透射电子显微镜和Folin-Ciocalteu分析结果表明，角菱(Trapa arcuata)叶片下表皮的表皮毛根部存在大量的黑色固体物质(锰-酚类螯合物)，定量分析表明，其酚类物质的浓度是对照的5倍。由于锰-酚类螯合物与培养液和底泥中高浓度的锰相关，推测表皮毛可能是角菱为了分泌锰螯合分子而在形态学上分化出的特化组织[33，34]。
3.4 离子交互作用
近年来国内外对于土壤-植物系统中元素的交互作用也有一些报道。对于锰的研究则主要集中表现在锰与其他元素(如硅和铝)的拮抗或协同作用上，并试***探讨通过这些作用矫正锰毒，进而达到改良土壤的目的。Peng等[35]研究发现，用10或50 μmol/L CdD2+处理美洲商陆22 d，其叶片出现明显的萎黄病症，且根、茎和叶的生物量显著降低。然而，在相同CdD2+浓度处理条件下，若再添加1 000，2 000或5 000 μmol/L的MnD2+，商陆根、茎和叶的生物量则随着MnD2+浓度的升高显著上升。用50 μmol/L CdD2+单独处理，商陆单株的根、茎和叶的生物量分别为76.0，17.1和102 g；用50 μmol/L CdD2+和5 000 μmol/L MnD2+联合处理的商陆单株的根、茎和叶的生物量分别高达112，29.2和216 g，且镉毒症状完全消失。进一步实验证明，随着MnD2+浓度的增加，商陆所有器官中的镉浓度水平均减少。这表明锰能够抑制商陆对镉的吸收，从而减轻镉毒对美洲商陆生长的抑制作用。有关镍-锰2种重金属离子的交互作用也有报道。Broadhurst等[36]研究发现，在土壤正常锰浓度条件下，镍超累积植物庭荠(Alyssum corsicum)的表皮毛能够积累高水平的镍和锰，盆栽试验发现土壤中镍的含量能够影响植物对锰的吸收。如土壤中仅添加40 mmol/kg锰，再加镍时庭荠叶片中锰积累量仅为306 mg/kg，当同时添加40 mmol/kg锰和镍时，其叶片锰积累量达到924 mg/kg。Yang等[37]报道，用400 μmol/L MnClD2处理大豆7 d，其叶片出现褐斑，幼叶褶皱变形，幼苗较对照生长矮小；而用AlCl3200μmol/L和MnClD2400μmol/L 联合处理相同时间，大豆的锰毒症状显著改善。原子吸收光谱(AAS)结果显示，随着MnClD2浓度(100～400 μmol/L)的升高，大豆根、茎和叶中的锰含量均显著增加，而铝-锰共同处理后根、茎和叶中的锰含量增加幅度明显下降。这说明Al3+可以抑制大豆根系对MnD2+的吸收。抑制机制可能有2种：(1)由于细胞壁和细胞膜表面的负电荷对Al3+的吸引和结合能力强于MnD2+，因此，Al3+可以竞争根部MnD2+的结合位点，从而影响大豆对MnD2+的吸收；(2)Al3+可能在一定程度上破坏了根细胞的生理功能，从而影响了根系对MnD2+的吸收。
硅元素在地壳层中的含量位居第2，它不但不具有毒性，而且是植物体生长的有益元素，具有促进植物生长和提高植物抗逆性的作用，因此，研究硅-锰离子交互作用具有重要的应用价值。Iwasaki等[38]研究发现，用50 Mn SO4 μmol/L处理锰敏感植物豇豆(Vigna unguiculata)7 d，豇豆叶片出现了典型的锰毒症状(如老叶的深棕色斑点、幼叶变形)。而用1.44 mmol/L KD2SiO3和50μmol/L MnSO4共同处理相同时间，植株生长基本正常，成熟叶片未出现萎蔫坏死症状且幼叶生长良好。锰毒症状得到明显改善，表明硅-锰离子交互作用能够增强锰敏感植物豇豆的锰耐性。Feng等[39]报道,硅-锰离子交互作用可使锰敏感黄瓜幼苗叶片明显变绿，萎黄症状基本消失，并且叶绿素荧光参数Fv/Fm和ΦPSII值维持在较高水平，净光合速率明显提高；同时，叶绿体中抗坏血酸-谷胱甘肽循环中的APX，DHAR和GR活性均大大增强，ROS含量降低，表明硅与锰交互作用能够提高抗氧化酶的活性，有效地清除体内过量的ROS。减轻锰毒伤害。可推测硅能够增强幼苗对铁的吸收，减少对锰的过量吸收，或将锰分布到其他部位以降低锰毒。
3.5 抗氧化系统在缓解锰毒方面的作用
正常条件下植物细胞内产生的ROS量非常少而且受到植物体控制，而逆境(包括重金属)胁迫则会破坏细胞内氧化还原反应的平衡状态，大大增强ROS的产生。如MnD2+在叶绿体中可被氧化为Mn3+，因此，过量的锰必然会导致氧化还原电位的提高，致使OD2-，HD2OD2和•OH等活性氧大量累积，造成氧化胁迫。HD2OD2不仅可以从产生部位扩散一定距离，并且能够穿透膜结构，相对其他ROS分子而言是一个长命分子。植物体内抗氧化防卫系统能够清除ROS，保护细胞免受氧化胁迫的伤害，这也是植物耐受重金属胁迫的主要机理之一。
ROS的清除主要由超氧化物歧化酶、过氧化物酶(POD)、过氧化氢酶(CAT)、抗坏血酸过氧化物酶(APX)、谷胱甘肽还原酶(GR)和谷胱甘肽过氧化物酶(GPX)等抗氧化酶系统以及非蛋白巯基(NP-SH)物质、抗坏血酸(ascorbate，ASC)等多种抗氧化物质协调完成。抗氧化酶是蛋白质，其活性既受胁迫诱导，又对氧化损伤敏感。SOD是一种金属酶，可将胞质、线粒体和叶绿体中的OD2-歧化为HD2OD2和OD2，防止OD2-对细胞的破坏；CAT(位于过氧化体中)和APX(位于线粒体和叶绿体中)可将HD2OD2分解为HD2O和OD2，清除体内累积的HD2OD2；POD(位于液泡、细胞质和细胞壁中)则主要清除植物体内的过氧化物（包括HD2OD2）。此外。GPX和谷胱甘肽-S-转移酶(GSTs)在维持细胞氧化还原平衡方面起着重要作用。谷胱甘肽在植物体内PCs的合成和抗氧化胁迫方面均起着重要作用。正常条件下。植物组织中ASC和谷胱甘肽的含量为毫摩尔量级。胁迫下呈现增加趋势，其中，ASC是主要的一级抗氧化物质，通过抗坏血酸-谷胱甘肽循环可以直接与ROS重复作用，同时，也可以作为二级抗氧化物质，还原氧化型的维生素E并防止膜损伤[40]。有研究表明用600 μmol/L MnD2+处理锰敏感黄瓜幼苗16 d。叶片中SOD、GPX、APX和GR活性均增加[39]；曾琦等[16]研究表明,油菜幼苗随着锰毒害程度的增加，叶片中CAT活性显著降低，POD活性显著升高。这表明抗氧化酶系统在锰解毒方面起着重要作用。大麦在183和1 830 μmol/L锰胁迫下，其叶片中HD2OD2的累积量显著增加。酶活性定量测定和同功酶电泳分析发现，CAT和GPX活性显著升高，APX活性下降，但ASC总含量明显增加，表明CAT和GPX可能是清除HD2OD2的主要的抗氧[41]。Smirnoff[42]于2000年的研究指出，ASC除了可以作为主要的抗氧化物质外，还是一些植物(大麦)草酸合成的前体来源。草酸螯合锰已经被证实是锰累积植物重要的解毒机制之一，因此，大麦叶片ASC含量在锰处理后上升可能是大麦对锰的应激反应。虽然大麦不是耐锰植物，但在锰胁迫条件下其体内的抗氧化系统能够通过调节酶活性和抗氧化物质的含量响应锰胁迫，表明抗氧化系统是植物体响应逆境胁迫中普遍存在的一种适应机制，对提高植物的抗逆有重要作用。Mota等[25]报道，随着MnD2+处理浓度的升高，黑麦草叶片中APX和GPX活性增加，且耐性品种较敏感品种增加幅度更大；SOD活性在耐性品种中上升，而在敏感品种中下降，表明抗氧化酶活性升高可提高黑麦草对锰的耐性[25]。张玉秀等[20]的研究结果显示，随着MnD2+处理浓度的提高和时间的延长，商陆和烟草叶片中SOD和POD的活性迅速增加，其中，锰累积植物商陆SOD活性的增加幅度大于烟草；且商陆CAT活性持续上升，烟草CAT活性显著下降，这说明抗氧化酶活性显著升高(特别是CAT)是锰累积植物的锰耐性机制之一。值得指出的是，GPX虽然在清除植物体的HD2OD2方面起着重要作用，但是，GPX活性的增加也容易导致锰毒性症状加重，这是由于GPX能够催化诱导多酚类物质的形成[43]。多酚类物质与植物叶表面坏死斑的形成密切相关，因此，多酚类物质的增加容易导致坏死斑的出现。进一步的试验表明，在锰处理黄瓜幼苗的试验中加入硅后，坏死斑症状显著减轻，可能是由于硅-锰离子交互作用，叶片GPX活性明显降低所致。
[4] 邹邦基,何雪晖. 植物的营养[M]. 北京:农业出版社,1985：219-228.
[5] Renger G. Mechanistic and structural aspects of photosynthetic water oxidation[J]. Physiol Plant,1997,100:828-841.
[6] Yachandra V K,Sauer K,Klein M P. manganese cluster in photosynthesis:Where plants oxidize water to dioxygen[J]. Chem Rev,1996,96(7):2927-2950.
[7] Hasegawa K,Kusunoki M,Inoue Y,et al. Simulation 0f SD2-state multilane EPR signal in oriented hotosystem membrances:Structural implications for the manganese cluster in an oxygen-volving complex[J].Biochem,1998,37(26):9457-9465.
[8] Schiller H,Dittmer J，Iufzzolino L,et al. Structure and orientation 0f the oxygen-evolving manganese complex of green algae and higher plants investigated by X-ayinvestigated by X-y absorption liner dichrios in spectroscopy on oriented photosystemⅡmembrance particles[J]. Biochem，1997,277:1953-1956.
[9] Demertrios F,PhotosystemⅡ and the oxygen-evolving complex[J]. Annu Rer Plant Physiol Plant Mol.Biol，1990,41:255-276.
[10] Bumell J N. The biochemistry of manganese in plants[M]//. Manganese In Soil and Plants. Derdrecht-Boston-London.Kluwer Academic Publishers：1988,125-137.
[11] 曾广文. 植物生理学[M]. 成都:成都科技大学出版社,1998：40.
[12] 潘瑞炽. 植物生理学[M].北京:高等教育出版社,1995：34.
[13] 史瑞和. 植物营养原理[M]. 江苏:江苏科学技术出版社，1989：398-403.
[14] 饶立华. 植物矿质营养及其诊断[M]. 北京:农业出版社，1993:30-35.
[15] Pittman J K. Managing the manganese:molecular mechanisms of manganese transport and homeostasis[J]. New Phyto,2005,167:733-742.
[16] 曾琦,耿明建,张恚江,等. 锰毒害对油菜苗期Mn、Ca、Fe含量及POD、CAT活性的影响[J]. 华中农业大学学报(自然科学版),2004,23:300-303.
[17] Doncheva S N,POschenrjeder C,Stoyanova Z L,et al. Silicon amelioration of manganese toxic,ty in Mn-sensitive and Mn-tolerant maize varieties[J]. Environ Exp Bot 2009,65:189-197.
[18] Ferronl L,Baldisserotto C,Fasulo M P,et al. Adaptive modifications of the photosynthetic apparatus in Euglena gracilis Klebs exposed to manganese excess[J]. Protoplasma,2004,224:167-177.
[19] Roberts L A,Pierson A J,Panavlene Z, et al. Yellow Stripel.Expanded roles for the maize iron-phyto-siderophore transporter[J]. Plant Physiol,2004,135:112-120.
[20] 张玉秀,黄智博,李林峰,等. 商陆和烟草对锰胁迫的抗氧化响应研究[J]. 环境科学.2009,30:3676-3683.
[21] Horst W L.PlantSoil.1983,72:213-2l8.
[22] Memon A R,Yatazawa M. Soil Science.Plant Nutr.l982,28:401-412.
[23] Xu X H,Shi J Y,Chan Y X,et al,Distribution and mobility of manganese in the hyperaccumulator plant Phytolacca acinosa Roxb[J]. Plant Soil，2006,285:323-331.
[24] Horst W J,Fecht M,Neumann A,et al. Physiology of manganese toxicity and tolerance in Vigna unguiculata L[J]. Plant Nutr Soil Sci.1999,162:263-274.
[25] Mora M L,Rosas A,Ribera A,et al. Differential tolerance to Mn toxicity in perennial ryegrass genotypes:involvement of antioxidative enzymes and root exudation of carboxylates[J]. Plant Soil 2009,320:79-89.
[26] Hoffland E,Kuyper T W,Wallander H,et al. The role of fungi in weathering[J]. Front Ecol Environ，2004(2):258-264.
[27] Bidwell S D,Woodrow I E,Batianoff GN. Hyperaccumulation of manganese in the rainforest tree Austromytus bidwillii(Mytaceae)from Queensland,Australia[J]. Plant Biol，2002,29:899-905.
[28] 徐向华,施积炎,陈新才，等. 锰在商陆叶片的细胞分布及化学形态分析[J]. 农业环境科学学报,2008,27:515-520.
[29] Engler R M,Patrick W H. Stability of sulfides of manganese,iron,zinc,copper and mercury in flooded and nonflooded soils[J]. Soil Sci.1975,119:217-221.
[30] Conlin T S S,Crowder A A.Location of radial oxygen loss and zones of potential in iron uptake in a grass and two non-grass emergent species[J]. Can J Bot,1989,67:717-722.
[31] Heenan D P,Campbell L C.Influence of potassium and manganese on growth and uptake of magnesium by soybean(Glycine max L.)[J]. Plant Soil,1981,61:447-456.
[32] Lytle C M,Lytle F W,Smith B N.Use of XAS to determine the chemical speciation of bioaccumulated manganese in Potamogeton pectinatus[J]. J Environ Qual,1996,25:311-316.
[33] Valrie P,Laure W,Urs F.Heavy metals in white lupin:uptake,root-to-shoot transfer and redistribution within the plant[J]. New Phytol,2006,171:329-341.
[34] Baldisserotto C,Ferronl L,Anfuso E,et al. esponses of Trapa natans L. loating laminae to high concentrations of manganese[J]. Protoplasma,2007,231:65-82.
[35] Peng K J,Luo C L,You W X,et al. Manganese uptake and interactions with cadmium in the hyperaccumulator Phytolacca americana L[J]. J Hazard Mater,2008,154:674-681.
[36] Broadhurst C L,Tappero R V,Maugel T K,et al. Interaction of nickel and manganese in accumulation and localization in leaves of the Ni hyperaccumulators Alyssum murale and Alyssum corsicum[J]. Plant Soil,2009,314:35-48.
[37] Yang Z B,You J F,Xu M Y,et al. Interaction between aluminum toxicity and manganese toxicity in soybean(Glycine max)[J]. Plant Soil,2009,319:277-289.
[38] Iwasaki K,Maier P,Fecht M,et al. Leaf apoplastic silicon enhances manganese tolerance of cowpea(Vigna unguiculata)[J]. Plant Physiol,2002,159:167-173.
[39] Feng J P,Shi Q H,Wang X F.Effects of exogenous silicon on photosynthetic capacity and antioxidant enzyme activities in chloroplast of cucumber seedlings under excoss manganese[J]. Agric Sci China,2009(8):40-50.
[40] Mlshra S,Srivastava S,Tripathi R D. Phytochelatin synthesis and response of antioxidants during cadmium stress in Bacopa monnieri L[J]. Plant Physiol Biochem,2006,44:25-37.
[41] Demirevska-Kepova K,Simova-Stoilova L,Stoyanova Z,et al. Biochemical changes in barley plants after excessive supply of copper and manganese[J]. Environ Exp Bot,2004,52,253-266.
[42] SmirnoffN.Ascorbic acid:metabolism and functions of a multi-facetted molecule[J]. Plant Biol,2000(3):229-235.
[43] Takahama U,Oniki T. Regulation of peroxidase-dependent oxidation of phenolics in the apoplast of spinch leaves by ascorbate[J]. Plant Cell Physiol,1992,33:379-387.
[44] Shigaki T,Pittman J K,Hirschi K D. Manganese specificity determinants in the Arabidopsis metal/H+antiporter CAX2[J]. J Biol Chem,2003,278:6610-6617.
[45] Zhao J,Barkla B J,Marshall J,et al. The Arabidopsis cax3 mutants display altered salt tolerance,pH sensitivity and reduced plasma membrane H+-ATPase activity[J]. Planta,2008,227:659-669.
[46] Korenkov V,Hirschi K,Crutchfield J D,et al. Enhancing tonoplast Cd/H antiport activity increases Cd,Zn,and Mn tolerance,and impacts root/shoot Cd partitioning in Nicotiana tabacum[J]. L Planta,2007,226:1379-1387.
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