学文网摘 要：研究了噻苯隆（TDZ）在红掌外植体诱导及增殖继代过程中的作用。结果表明，在外植体诱导阶段，添加0.1 mg·L-1的TDZ，可以缩短诱导时间，提高诱导率。TDZ浓度大于0.1 mg·L-1会导致愈伤组织和分化芽的畸形发展，而且会影响红掌组培苗移栽之后的长势。在愈伤增殖阶段，TDZ的使用没有明显的促进作用。
关键词：噻苯隆；红掌；组培苗
中***分类号：S682.3 文献标识码：A DOI编码：10.3969/j.issn.1006-6500.2013.09.004
Application of Thidiazuron on Tissue Culture in Anthurium andraeanum
WANG Yong1， REN Miao2， YANG Yuan1
（1.Tianjin Garden Flowers Demonstration Centre，Tianjin 300112，China；2.Tianjin Flowers Nursery Stock Services Centre，Tianjin 300191，China）
Abstract： Thidiazuron （TDZ） application on tissue culture at the stage of explant induction and proliferation in Anthurium andraeanum was studied.The results showed that thidiazuron（TDZ） could shorten the time of induce callus formation and raise induction efficiency at the stage of explant induction with the concentration of 0.1 mg·L-1 TDZ added. It would lead to callus and buds abnormal development when TDZ concentration >0.1 mg·L-1. In addition， it also affected growing luxuriantly after the seedlings transplanted.However，there was no distinct acceleration when thidiazuron（TDZ） using at the stage of callus proliferation.
Key words： thidiazuron（TDZ）；Anthurium andraeanum； in vitro seedling
TDZ（Thidazuron，噻苯隆）是1976年德国Schering公司宣布合成的高效低毒棉花脱叶剂[1]，是人工合成的苯基脲衍生物之一，在很多植物材料中表现出很高的细胞***素活性[2-3]。试验证明，在许多植物组织的培养中，它可以促进愈伤组织生长及芽的形成和繁殖，活性大大超过一般细胞***素[4-6]。近年来，人们把它试用于植物细胞与组织培养工作，并取得了令人鼓舞的结果[7-8]。但TDZ在红掌组织培养中的应用研究尚未见报道。
在红掌组织培养过程中，多数报道表明使用生长调节剂组合2，4-D+6-BA+NAA，可有效诱导外植体产生愈伤组织，并增殖扩繁。在实际生产中，红掌的不同品种诱导难易程度不同，个别品种单纯使用2，4-D+6-BA+ NAA生长调节剂组合的培养基诱导率较低，不易形成愈伤组织。TDZ作为高活性***素，已经广泛应用于很多植物组织培养中[9-10]。因此，本试验在红掌培养基内添加一定浓度的TDZ，对其在红掌组织培养中的作用进行了研究，旨在探讨如何建立快速简便的红掌组织培养体系。
1 材料和方法
1.1 试验材料
试验所用材料为天津市园林花卉示范中心引进的进口红掌实生苗，剪取未展开的嫩叶及嫩茎段作为外植体材料。
1.2 试验方法
1.2.1 外植体的消毒 取新鲜采集的外植体，用自来水冲洗30 min，然后依次用0.01%高锰酸钾溶液处理5 min，80%乙醇处理30 s，0.1%升汞处理8 min，处理过程中不断摇动。消毒后用无菌去离子水清洗3次，用无菌吸水纸吸干水分，待用。
1.2.2 愈伤组织的诱导 将消毒的外植体叶片剪成0.5 cm×1.5 cm小块，茎段切成1.5 cm左右，接入以1/2 MS为基本培养基，添加不同量的生长调节剂在诱导培养基内，编号为A0～A5（表1）。A0为对照：1/2MS+ BA1.0 mg·L-1+2，4-D 0.1 mg·L-1+ NAA0.1 mg·L-1，其中琼脂0.7%，蔗糖3%，肌醇0.1%，pH值调至5.8。每个组合接种30瓶，每瓶接种1个外植体，培养温度26 ℃，光照强度1 000～1 500 lx，光照周期12 h·d-1。记录愈伤出现时间，60 d后统计诱导率。
1.2.3 继代培养及不定芽分化 待挑选浅绿紧密的正常愈伤组织，用接种刀切成0.5 cm×0.5 cm小块用于试验，接入以MS为基本培养基，添加不同量的生长调节剂在继代培养基中，编号为B0～B4（表2）。B0为对照：MS+ BA1.0 mg·L-1+ NAA0.1 mg·L-1，其中琼脂0.7%，蔗糖3%，pH值调至5.8。每个组合接种20个愈伤组织小块，培养条件如1.2.2。观察芽分化状态，30 d后统计愈伤组织增殖倍数。
1.2.4 室外生根移栽 红掌组培苗的生根可采取室外生根法[11]。经过一定时间的瓶苗培养周期，待组培苗长至10～15 mm后，其中部分组培苗已经产生根系，用接种刀将其从愈伤组织上切下，分别选取对照B0分化苗、B1分化苗和B2分化苗各200棵，洗去根部附着的培养基，直接移栽至消毒后的平盘中，喷施0.1%的广谱性杀菌剂多菌灵。放置温室中，温度26～28 ℃，湿度80%，光照强度3 000～4 000 lx，及时通风，防止病虫害的发生。30 d后对组培苗移栽成活率及生长状态进行统计分析。
2 结果与分析
2.1 愈伤组织的诱导
在诱导外植体形成愈伤组织的实验中，外植体在对照培养基A0中形成愈伤的时间为60 d左右，分化率为50%左右。愈伤组织紧密，但分化芽体较少。通过比较A1～A5几种培养基，结果表明，TDZ浓度越高，愈伤组织的形成越快。TDZ浓度为0.1 mg·L-1的培养基诱导产生愈伤组织的时间仅为20 d左右，且分化率达90%左右。但TDZ浓度大于0.1 mg·L-1后愈伤组织出现发白，疏松膨胀的现象，且分化的芽体畸形。随着培养时间的加长，A4和A5中的愈伤组织芽点分化出现停滞。由此可见，在红掌外植体诱导过程中，TDZ的使用可以大大加快愈伤组织的形成，但使用浓度必须控制在一个较低的范围内，浓度过高对愈伤组织的形成及芽的分化具有致畸性。因此，通过综合比较，选择A3为红掌外植体最适诱导培养基。整个诱导试验过程中，茎段较叶更易产生愈伤组织，且相对较多。
2.2 继代培养
在继代培养过程中，对照B0内愈伤组织生长正常，增殖倍数在3～4倍左右，芽在块状的愈伤组织四周发射状丛生化良好，数量、长短、长势最好。其中配方B1中诱导产生的芽数量较多，芽稍短而粗壮（表2）。在B1和B2培养基内，愈伤组织生长正常，增殖倍数较高，但B2中丛生芽较矮，且长势较弱。在TDZ浓度相对较高的B3和B4内，愈伤增殖很快，但多数形成疏松、玻璃化状态，无正常丛生芽分化。可见，在继代阶段，添加TDZ不仅没有很好的促进愈伤增殖和芽的分化，而且在较高的浓度下，影响正常的愈伤生长，形成变态苗。因此，选择对照B0为红掌继代繁殖培养基为最好。
2.3 室外生根移栽
在瓶苗继代阶段，B0培养基内组培苗的分化芽生长较快，30 d后芽体长至10～15 mm。添加TDZ的B1和B2培养基内愈伤组织增殖较快，但芽体生长慢，经过两代培养后，芽体长至10～15 mm。移栽成活率也有差异，B2分化苗变异率高达13%，组培苗长势也相对较弱。因此，在继代繁殖阶段添加TDZ浓度过高不仅会影响愈伤组织和芽的分化，而且会加长组培苗的移栽缓苗期，增加后期种苗变异率。
3 结论与讨论
在诱导试验中，低浓度的TDZ较快地促进了愈伤的形成，但在高浓度下却对愈伤和芽体有抑制性和致畸性，可能是由于TDZ本身是一种棉花脱叶剂，外植体内部的内源激素与TDZ有一定的协同作用，低浓度下起到细胞***素的作用，高浓度却加速叶片的枯死和脱落，起到脱叶剂的作用，并使苗发生玻璃苗等畸化现象[4，9]。在继代试验中，TDZ没有表现出对愈伤增殖和芽体分化有显著的促进作用，而且使用浓度大于0.1 mg·L-1会影响愈伤生长和芽体的正常分化。本试验表明，在红掌组培过程中，初代诱导使用1/2MS+0.1 mg·L-1TDZ +0.1 mg·L-12，4-D+1.0 mg·L-16-BA+0.1 mg·L-1NAA培养基，继代培养使用MS+1.0 mg·L-16-BA+0.1 mg·L-1NAA培养基，可以缩短整个红掌组培苗生产流程。外植体诱导产生愈伤组织，到分化出芽，最快只需50～60 d左右。红掌易生根，在增殖培养时可见部分芽有根着生，对增殖阶段未长根的芽，采用室外生根，就能获得较好的根系。
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